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Instruções 

para exames

Nesta página você encontrará dicas e instruções simples e objetivas sobre como proceder com a coleta para a realização de exames.

 

Conte com toda estrutura da nossa empresa para lhe ajudar!

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HEMATOLOGIA

BIOQUÍMICA

URINÁLISE

PARASITOLOGIA

CITOLOGIA

IMUNOLOGIA

Estudo da fisiologia e patologia envolvendo o sangue, medula óssea e linfonodos.

Avaliação dos constituintes bioquímicos dos principais sistemas orgânicos (renal, hepático, pacreático, entre outros)

Avaliação das características físicas, químicas e do sedimento em amostras de urina, além da bíoquimica urinária e análise de cálculo urinário.

Pesquisa de endo e ectoparasitas em amostras de fezes ou raspado de pele.

Avaliação citológica de punções aspirativas de massas firmes ou flutuantes (líquidos).

Avaliação das doenças infecciosas através de exames imunológicos (ELISA, imunofluorescência, entre outros)

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BIOLOGIA

MOLECULAR

MICROBIOLOGIA

HORMÔNIOS E

MEDICAMENTOS

ANATOMIA

PATOLÓGICA

ANIMAIS

SILVESTRES

Avaliação das doenças infecciosas através de informações genéticas, ou seja, avaliação de DNA, RNA, proteínas, a estrutura e função do gene, a sua natureza molecular, replicação, mutação e expressão.

 Pesquisa de microrganismos patogênicos responsáveis pelas doenças infecciosas, englobando a bacteriologia, virologia e micologia.

Avaliação dos principais hormônios envolvidos com doenças endócrinas em medicina veterinária, além de testes de supressão e estimulação hormonal e dosagens de alguns medicamentos.

Diagnóstico das patologias dos animais por necrópsia e avaliação histopatológica ou por biópsias cirúrgicas.

Como coletar amostras

para exames de animais

silvestres.

Baixe nossa tabela de cores

de tampas para os exames

do Centro de Diagnóstico

Veterinário Mattoso.

 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 

INSTRUÇÕES PARA COLHEITA E ACONDICIONAMENTO DE AMOSTRAS BIOLÓGICAS

CITOLOGIA

  • Nódulos, tumores e aumentos de volume: Coletar o material com agulha e seringa estéril, preparar imediatamente um esfregaço do material em lâmina de vidro por compressão e deslizamento entre lâminas (técnica de squash) e secar ao ar livre, enviando ao laboratório as lâminas individualizadas (porta lâminas), evitando, dessa forma, que “grudem”.

  • Pele: Romper a pústula de pele e fazer “imprint” da secreção em lâmina de vidro. Secar o material ao ar livre, acondicioná-lo em porta lâminas e enviar ao laboratório.

  • Citologia vaginal (avaliação de fase do ciclo estral): Introduzir o swab na vagina fazendo movimentos circulares e logo após, realizar “imprint” na lâmina de vidro rolando o swab sobre a mesma. Secar o material ao ar livre, acondicioná-lo em porta lâminas e enviar ao laboratório.

  • Citologia de Malassezia sp na pele: Com lâmina de bisturi, realizar um raspado superficial pegando o material graxo da pele, fazer um “imprint” do material em lâmina de vidro. Fixar o material ao ar livre, acondicioná-lo em porta lâminas e enviar ao laboratório.

  • Citologia otológica (pesquisa de Malassezia pachydermatis): Coletar o material (cerúmen otológico) com swab estéril e realizar “imprint” em lâmina de vidro, rolando o swab sobre a mesma. Secar o material ao ar livre, acondicioná-lo em porta lâminas e enviar ao laboratório.

  • Líquidos cavitários (líquido pleural, peritoneal, pericárdico, articular, sinovial): Coletar o material líquido com seringa e agulha estéril, acondicionar uma parte em tubo de tampa roxa (EDTA) e o restante em tubo seco com tampa vermelha. Conservar o material coletado sob refrigeração e enviar ao laboratório o mais rápido possível, tendo como limite de tempo 24 horas.

  • Líquido Cefalorraquidiano (LCR): Após rigorosa tricotomia e assepsia da região atlanto occipital do animal, normalmente sob anestesia geral, colher diretamente com agulha estéril de 3 a 5 mL de líquido cefalorraquidiano (volume dependente do porte do animal). Esse volume deve ser acondicionado em tubo de vidro (solicitados ao laboratório). Levar imediatamente para refrigeração. Encaminhar para o laboratório no mesmo dia sob refrigeração.

  • Mielograma: Após rigorosa assepsia do local (crista ilíaca, trocânter maior fêmur – “cabeça fêmur”, tuberosidade maior do úmero, esterno), e bloqueio anestésico local, introduzir com movimentos de rotação a agulha (específica para punção medula óssea ou hipodérmica estéril – 40x12), previamente “lavada” com anticoagulante (EDTA). É necessário ter segurança que a agulha penetrou no osso antes de iniciar o processo de aspiração (a agulha deverá se manter fixada e firme). Acoplar a seringa de 10 ou 20 ml, também previamente “lavada” com anticoagulante (EDTA) e realizar a aspiração do conteúdo puxando-se o êmbolo da seringa. O material coletado deverá ter aparência “espessa”, “encorpada”, com volume final de 0,5 a 1,0 ml. Após esse volume, a probabilidade de hemodiluição aumenta, evidenciada por um conteúdo aspirado mais fluido e líquido. Acondicionar a amostra em um tubo de tampa roxa (EDTA), identificar como “medula” e encaminhar para o laboratório no mesmo dia sob refrigeração. Caso o médico veterinário prefira, ele poderá confeccionar as lâminas na própria clínica, realizando, rapidamente após a coleta, esfregaços em lâminas de vidro pela técnica de “squash”, secando-as ao ar livre, e acondicionando-as individualmente (porta lâminas). É importante ressaltar que o mielograma deve ser acompanhado por um exame de hemograma colhido na mesma data, e dessa forma, o sangue total acondicionado em tubo de EDTA (tampa roxa) também deve ser enviado ao laboratório. 

 

 

ANIMAIS SILVESTRES

  • Hematologia: Para aves, répteis e peixes o tubo apropriado é o de Heparina (tampa verde). Para mamíferos coletar o material em tubo com E.D.T.A. (tampa roxa). O volume apropriado de coleta deve ser equivalente a até 1% do peso corpóreo do animal. Atenção ao volume de sangue recomendado para cada tipo de tubo, sendo que para coletas de pequenos volumes recomenda-se a utilização de frascos de micro coleta (0,5 mL). Após a coleta e acondicionamento no tubo é essencial que se realize uma boa homogeneização da amostra. Jejum alimentar recomendado de até 4 horas. Manter amostras sob refrigeração por até 24 horas, enviando ao laboratório o mais rápido possível. 

  • Bioquímica e Sorologia: Para aves e répteis utilizar preferencialmente o tubo de Heparina (tampa verde) para os exames bioquímicos. Para as demais espécies e para exames sorológicos, colher amostras de sangue total preferencialmente em tubo com gel ativador de coágulo (tampa amarela ou vermelha). Para coletas de pequeno volume recomenda-se a utilização de tubo de microcoleta (0,5 mL). Após a coleta e acondicionamento no tubo é essencial que se realize uma boa homogeneização da amostra, mesmo se tratando de tubos sem anticoagulante (ativador do coágulo presente na parede do tubo). Jejum alimentar recomendado de até 4 horas. Manter amostras sob refrigeração por até 24 horas.

 

 

 

BIOQUÍMICA

Colher, com seringa estéril, de 2 a 5 mL de sangue e acondicioná-lo preferencialmente em tubo com gel ativador de coágulo (tampa amarela ou vermelha) ou tubo seco, sem anticoagulante (tampa vermelha). Para pequenas quantidades de amostra utilizar tubo de microcoleta (0,5 mL). No caso de coleta a vácuo preencher o tubo até que o sangue pare de entrar. Após a coleta e acondicionamento no tubo é essencial que se realize uma boa homogeneização da amostra, mesmo se tratando de tubos sem anticoagulante (ativador do coágulo presente na parede do tubo). Manter o material sob refrigeração por até 24 horas. Jejum alimentar recomendado de 8 a 12 horas.

 

Exames com colheitas especiais:

  • Glicose: Colher 1 a 2 mL de sangue e acondicioná-lo em tubo de Fluoreto de Sódio (tampa cinza). Após a coleta e acondicionamento no tubo é essencial que se realize uma boa homogeneização da amostra. O material deve ser mantido sob refrigeração e encaminhado ao laboratório no mesmo dia. Jejum alimentar recomendado de 12 horas.

  • Curva Glicêmica: É indicada para o monitoramento do tratamento da Diabettis mellitus. O teste baseia-se em coletas múltiplas de sangue para dosagem da glicose ao longo do tempo de ação da insulina administrada. Podem ser realizadas coletas a cada duas, três ou quatro horas, de acordo com o caso clínico, iniciando-se sempre antes da aplicação da insulina, com o paciente sob jejum alimentar de 12 horas. Utiliza-se as mesmas indicações da coleta para glicose.

  • Lactato: Colher 1 a 2 mL de sangue e acondicioná-lo em tubo com heparina (tampa verde) ou Fluoreto de Sódio (tampa cinza). Após a coleta e acondicionamento no tubo é essencial que se realize uma boa homogeneização da amostra. O plasma deve ser separado e refrigerado imediatamente. 

  • Amônia: colher de 1 a 3 mL de sangue e acondicioná-lo necessariamente em tubo com E.D.T.A. (tampa roxa). Após a coleta e acondicionamento no tubo é essencial que se realize uma boa homogeneização da amostra. O material deve ser centrifugado, separado e o plasma congelado em até 30 minutos após a coleta, e encaminhado ao laboratório. Jejum alimentar de 8 a 12 horas. Avaliar possibilidade de colheita no laboratório para maior segurança do resultado. 

  • Ácidos Biliares: Recomenda-se coleta da primeira amostra de sangue do paciente sob condição de jejum alimentar de 8 horas e repetição da coleta do sangue 2 horas após administração do alimento. Após a colheita o sangue deve ser acondicionado preferencialmente em tubo com gel ativador de coágulo (tampa amarela ou vermelha) ou tubo seco, sem anticoagulante (tampa vermelha).

 

 

 

 

HEMATOLOGIA 

Utilizar somente tubo de tampa roxa (E.D.T.A.). Colher, com seringa estéril, de 1 a 3 mL de sangue. Transferir o material para o tubo retirando a agulha (não perfurar a tampa). No caso de coleta a vácuo preencher o tubo até que o sangue pare de entrar. Para pequenas quantidades de amostra utilizar tubo de microcoleta (0,5 mL). Homogeneizar o conteúdo lentamente por 30 segundos. Enviar a amostra para o laboratório no mesmo dia da colheita, mantendo-a sob refrigeração. Observar a amostra para que não tenha formação de coágulos. Sugere-se jejum alimentar de 8 a 12 horas. 

Para exames hematológicos de aves, répteis e peixes recomenda-se a utilização de tubo com Heparina (tampa verde).

  • Mielograma: Após rigorosa assepsia do local (crista ilíaca, trocânter maior fêmur – “cabeça fêmur”, tuberosidade maior do úmero, esterno), e bloqueio anestésico local, introduzir com movimentos de rotação a agulha (específica para punção medula óssea ou hipodérmica estéril – 40x12), previamente “lavada” com anticoagulante (EDTA). É necessário ter segurança que a agulha penetrou no osso antes de iniciar o processo de aspiração (a agulha deverá se manter fixada e firme). Acoplar a seringa de 10 ou 20 ml, também previamente “lavada” com anticoagulante (EDTA) e realizar a aspiração do conteúdo puxando-se o êmbolo da seringa. O material coletado deverá ter aparência “espessa”, “encorpada”, com volume final de 0,5 a 1,0 ml. Após esse volume, a probabilidade de hemodiluição aumenta, evidenciada por um conteúdo aspirado mais fluido e líquido. Acondicionar a amostra em um tubo de tampa roxa (EDTA), identificar como “medula” e encaminhar para o laboratório no mesmo dia sob refrigeração. Caso o médico veterinário prefira, ele poderá confeccionar as lâminas na própria clínica, realizando, rapidamente após a coleta, esfregaços em lâminas de vidro pela técnica de “squash”, secando-as ao ar livre, e acondicionando-as individualmente (porta lâminas). É importante ressaltar que o mielograma deve ser acompanhado por um exame de hemograma colhido na mesma data, e dessa forma, o sangue total acondicionado em tubo de EDTA (tampa roxa) também deve ser enviado ao laboratório.

  • Tipagem sanguínea: Para testes de tipagem sanguínea, colher 1 a 3 mL de sangue em frasco com E.D.T.A. (tampa roxa), mantendo em refrigeração por até 24 horas.

  • Reação cruzada para transfusão: Para testes de reação cruzada, colher 1 a 3 mL de sangue em frasco com E.D.T.A. (tampa roxa), tanto do receptor, quanto do(s) provável(is) doador(es), mantendo em refrigeração por até 24 horas

 

 

HEMOSTASIA 

Para o teste de Tempo de Sangramento da mucosa oral (TSMO) é obrigatório a realização junto ao laboratório.

Para demais testes colher de 1 a 3 mL de sangue e acondicioná-lo necessariamente em tubo com citrato de sódio (tampa azul) sob refrigeração imediata. No caso de coleta a vácuo preencher o tubo até que o sangue pare de entrar. Após a coleta e acondicionamento no tubo é essencial que se realize uma boa homogeneização da amostra. Para esse tipo de exame é essencial que o volume colhido seja exatamente o preconizado pelo fabricante. O material deve ser centrifugado, separado e o plasma congelado em até 30 minutos após a colheita, e encaminhado ao laboratório. Jejum alimentar de 8 a 12 horas. Avaliar possibilidade de colheita no laboratório para maior segurança do resultado.

 

 

ANATOMIA PATOLÓGICA

HISTOPATOLOGIA 

Histopatológicos: Para exames histopatológicos enviar material em frascos de boca larga com formol a 10% neutro e tamponado, na proporção de 10 partes de formol e 1 parte de tecido. Os fragmentos não devem ter mais que 2 cm de espessura. Caso necessário o envio de peças inteiras (Ex.: baço), fazer cortes na peça, mas sem retirar fragmentos. As biópsias não devem ser condicionadas sob refrigeração, nem fixadas em álcool, sob a penalidade de autólise.

NECRÓPSIAS 

Para a realização das necropsias, manter o cadáver sob refrigeração por até 24 horas (1 dia) e encaminhar ao laboratório embalado em saco plástico branco devidamente lacrado. Também é necessário encaminhamento de ficha de identificação do animal, contendo histórico e suspeita clínica do médico veterinário solicitante, bem como a distinção entre necropsia convencional, reconstitutiva e fotodocumentada.

 

 

 

HORMÔNIOS E MEDICAMENTOS

Colher, com seringa estéril, de 3 a 5 mL de sangue total e acondicioná-lo preferencialmente em tubo com gel ativador de coágulo (tampa amarela ou vermelha) ou tubo seco, sem anticoagulante (tampa vermelha). Após a coleta e acondicionamento no tubo é essencial que se realize uma boa homogeneização da amostra, mesmo se tratando de tubos sem anticoagulante (ativador do coágulo presente na parede do tubo). Manter o material sob refrigeração (2º a 8ºC) por até 24 horas. Em caso de necessidade de acondicionamento por período mais longo o material deve ser centrifugado, separado e o plasma congelado e encaminhado ao laboratório. Recomendação de jejum alimentar de 8 a 12 horas e o paciente deve estar sob condição de repouso mínimo de 15 minutos antes da coleta.

 

Exames com colheitas especiais:

  • Brometo de Potássio, Digoxina e Fenobarbital: Recomenda-se coleta do sangue 5 a 6 horas após administração do medicamento. Se necessário alimentação do paciente, realizá-la junto com a administração do medicamento.

  • Teste de Reposição Hormonal (T4): Recomenda-se coleta da primeira amostra de sangue do paciente sob condição de jejum alimentar de 8 horas e repetição da coleta do sangue 5 a 6 horas após administração do medicamento.

  • Supressão a Dexametasona – dose baixa (Hiperadrenocorticismo):

    • Colher 1a amostra de sangue – dosagem de cortisol basal;

    • Aplicar dose de 0,01 mg/kg de Dexametasona (Dxm) via IV;

    • Colher 2a amostra sangue 4 horas após Dxm – dosagem cortisol;

    • Colher 3a amostra sangue 8 horas após Dxm – dosagem cortisol.

  • Estimulação ao ACTH (Hipoadrenocorticismo ou Controle de Tratamento de Hiperadrenocorticismo):

    • Colher 1a amostra de sangue – dosagem de cortisol basal;

    • Aplicar dose de 0,01 mg/Kg de ACTH (Cortrosina, Synacten) via IV;

    • Colher 2a amostra sangue 1 hora após ACTH – dosagem cortisol.

 

 

 

 

IMUNOLOGIA E BIOLOGIA MOLECULAR 

Para exames sorológicos em geral, colher de 2 a 5 mL de sangue e acondicioná-lo preferencialmente em tubo com gel ativador de coágulo (tampa amarela ou vermelha) ou tubo seco, sem anticoagulante (tampa vermelha). Manter o material sob refrigeração por até 24 horas. Recomendação de jejum alimentar de 8 a 12 horas.

Para exames de Parvovirose Canina e Panleucopenia Viral Felina, utilizar fezes frescas, manter sob refrigeração e encaminhar para o laboratório no mesmo dia.

Para exames de PCR, colher de 1 a 3 mL de sangue, secreções ou líquidos cavitários, de acordo com a doença a ser pesquisada, e acondicionar o material em tubo com E.D.T.A. (tampa roxa), exceto as secreções.

 

 

 

 

MICROBIOLOGIA 

Utilizar somente frascos especiais, com meio de transporte próprio para material microbiológico. Para um resultado mais confiável, recomenda-se que o paciente não esteja sendo medicado com produtos anti-sépticos, antibióticos ou antifúngicos, por um período mínimo de 5 a 7 dias.

 

  • Bactérias Aeróbicas: Utilizar swab estéril apropriado, recolher pequena quantidade de material ou secreção diretamente da lesão, tomando o cuidado necessário para não haver contaminação externa. Colocar o swab no meio de cultura mais adequado. Se for utilizado o Stwart manter o swab inserido no gel e encaminhar ao laboratório. Acondicionar o material em temperatura ambiente.

  • Bactérias Anaeróbicas: Colher material da lesão com swab estéril ou por punção asséptica e inserir em meio de transporte adequado (Hemobac). Acondicionar o material colhido em temperatura ambiente.

  • Hemocultura: Fazer tricotomia e rigorosa assepsia da região a ser utilizada para coleta, colher 1 a 3 ml de sangue, trocar a agulha e injetar o material no frasco com meio próprio para hemocultura (Hemobac). 

  • Cultura de Fungos: Fazer limpeza prévia da área a ser colhido o material, com algodão embebido em Álcool 70%. Recolher pequena quantidade de material das regiões contendo pêlos e crostas das lesões. O material também poderá ser colhido com auxílio de fragmento de carpete estéril ou escova de dente dura estéril. Transferir material para tubo seco estéril ou frasco coletor universal, protegido da luz e enviar para laboratório em até 48 horas.

 


 

 

PARASITOLOGIA 

  • Para a realização de exames Parasitológicos, Coprológicos Funcionais e Pesquisa de Sangue Oculto nas fezes, recolher amostra fecal sem exposição ao sol, em frasco limpo e seco com tampa (coletor universal). Manter a amostra em refrigeração até ser encaminhada para o laboratório por, no máximo 24 horas. Coletar no mínimo 20g de fezes. Dar prioridade para fezes frescas, quando a suspeita for sobre parasitismo por protozoários. No caso de pesquisa de tripsina fecal enviar fezes frescas do animal suspeito + fezes frescas de um animal controle (normal).

  • Para exames de Pesquisa de Ectoparasitas em pele fazer raspado profundo em lesão da região afetada, colocar o material umedecido com óleo mineral entre duas lâminas, para não haver ressecamento da amostra, e encaminhar para o laboratório em porta lâminas em até 24 horas. Para pesquisa em secreção de ouvido, recolher material com swab estéril, fazer “imprint” do material em lâmina de vidro, fixar ao ar livre e encaminhar ao laboratório em porta lâminas em até 24 horas.

 

 

 

 

URINÁLISE 

Colher volume mínimo de 5 mL de urina, mas preferencialmente 10 mL, e acondicionar em frasco seco e estéril com tampa (Coletor Universal) ou manter na própria seringa conectada a agulha (fechada com a tampa). Neste último caso tomar cuidado para evitar perda da amostra. Após assepsia da região, colher amostra de urina por cistocentese, sondagem uretral ou micção espontânea. Levar a amostra imediatamente para refrigeração e encaminhar ao laboratório em até 24 horas, dando preferência para enviar o mais rápido possível.

Para Análise de Cálculos urinários, recolher material eliminado espontaneamente ou retirado por procedimento cirúrgico, em frasco seco com tampa (Coletor Universal) ou tubo seco sem anticoagulante (tampa vermelha) e encaminhar para o laboratório. Não há prazo de viabilidade para a entrega do material. Quantidade mínima para análise de 50 mg.

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